Preview

Медицинская генетика

Расширенный поиск
Доступ открыт Открытый доступ  Доступ закрыт Только для подписчиков

Экспериментальные подходы к изучению влияния вариантов нуклеотидной последовательности на прохождение сплайсинга в генах с низкой экспрессией в клинически доступных тканях

https://doi.org/10.25557/2073-7998.2026.06.13-25

Аннотация

Варианты нуклеотидной последовательности (ВНП), влияющие на процесс сплайсинга предшественника матричной РНК (пре-мРНК), являются одной из установленных причин развития широкого спектра наследственных заболеваний. Экспериментальное подтверждение событий аберрантного сплайсинга играет важную роль в медицинской генетике при определении патогенности таких вариантов. Однако ключевым ограничением таких исследований часто является низкая экспрессия исследуемого гена в клинически доступных тканях, что делает невозможным прямой РНК-анализ на биоматериале пациента. Настоящая работа систематизирует экспериментальные подходы, разработанные для оценки влияния ВНП на прохождение сплайсинга в условиях недостаточного уровня экспрессии целевого гена. Кроме того, рассматриваются возможности и ограничения каждого метода и их потенциальная роль в определении патогенности вариантов при наследственных заболеваниях.

Об авторах

Т. Д. Лукина
ФГАОУ ВО «Российский Национальный Исследовательский Медицинский Университет им. Н.И. Пирогова» Министерства здравоохранения Российской Федерации
Россия

117513, г. Москва, ул. Островитянова, д. 1



П. А. Спарбер
ФГБНУ «Медико-генетический научный центр имени академика Н.П. Бочкова»
Россия

115522, г. Москва, ул. Москворечье, д.1



Список литературы

1. Stenson P.D., Mort M., Ball E.V., et al. The Human Gene Mutation Database (HGMD®): optimizing its use in a clinical diagnostic or research setting. Hum Genet. 2020;139(10):1197-1207. doi:10.1007/s00439-020-02199-3

2. López-Bigas N., Audit B., Ouzounis C., et al. Are splicing mutations the most frequent cause of hereditary disease? FEBS Lett. 2005;579(9):1900-1903. doi:10.1016/j.febslet.2005.02.047

3. Pagani F., Baralle F.E. Genomic variants in exons and introns: identifying the splicing spoilers. Nat Rev Genet. 2004;5(5):389-396. doi:10.1038/nrg1327

4. Jaganathan K., Kyriazopoulou Panagiotopoulou S., McRae J.F., et al. Predicting Splicing from Primary Sequence with Deep Learning. Cell. 2019;176(3):535-548.e24. doi:10.1016/j.cell.2018.12.015

5. Рыжкова О.П., Кардымон О.Л., Прохорчук Е.Б., и др. Руководство по интерпретации данных последовательности ДНК человека, полученных методами массового параллельного секвенирования (MPS) (редакция 2018, версия 2). Медицинская генетика. 2019;18(2):3-23. doi.org/10.25557/2073-7998.2019.02.3-23

6. Richards S., Aziz N., Bale S., et al. Standards and guidelines for the interpretation of sequence variants: a joint consensus recommendation of the American College of Medical Genetics and Genomics and the Association for Molecular Pathology. Genet Med. 2015;17(5):405-424. doi:10.1038/gim.2015.30

7. Neil E.E., Bisaccia E.K. Nusinersen: A Novel Antisense Oligonucleotide for the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. J Pediatr Pharmacol Ther. 2019;24(3):194-203. doi:10.5863/1551-6776-24.3.194

8. Dhillon S.. Risdiplam: First Approval. Drugs. 2020;80(17):1853-1858. doi:10.1007/s40265-020-01410-z

9. Aartsma-Rus A., Krieg A.M. FDA Approves Eteplirsen for Duchenne Muscular Dystrophy: The Next Chapter in the Eteplirsen Saga. Nucleic Acid Ther. 2017;27(1):1-3. doi:10.1089/nat.2016.0657

10. Heo Y.A. Golodirsen: First Approval. Drugs. 2020;80(3):329-333. doi:10.1007/s40265-020-01267-2

11. Dhillon S. Viltolarsen: First Approval. Drugs. 2020;80(10):1027-1031. doi:10.1007/s40265-020-01339-3

12. Kim J., Hu C., Moufawad El Achkar C., et al. Patient-Customized Oligonucleotide Therapy for a Rare Genetic Disease. N Engl J Med. 2019;381(17):1644-1652. doi:10.1056/NEJMoa1813279

13. Wu H., Lin J.H., Tang X.Y., et al. Combining full-length gene assay and SpliceAI to interpret the splicing impact of all possible SPINK1 coding variants. Hum Genomics. 2024;18(1):21. doi:10.1186/s40246-024-00586-9

14. Aicher J.K., Jewell P., Vaquero-Garcia J., et al. Mapping RNA splicing variations in clinically accessible and nonaccessible tissues to facilitate Mendelian disease diagnosis using RNA-seq. Genet Med. 2020;22(7):1181-1190. doi:10.1038/s41436-020-0780-y

15. Bournazos A.M., Riley L.G., Bommireddipalli S., et al. Standardized practices for RNA diagnostics using clinically accessible specimens reclassifies 75% of putative splicing variants. Genet Med. 2022;24(1):130-145. doi:10.1016/j.gim.2021.09.001

16. Terkelsen T., Mikkelsen N.S., Bak E.N., et al. CRISPR activation to characterize splice-altering variants in easily accessible cells. Am J Hum Genet. 2024;111(2):309-322. doi:10.1016/j.ajhg.2023.12.024

17. Cummings B.B., Marshall J.L., Tukiainen T., et al. Improving genetic diagnosis in Mendelian disease with transcriptome sequencing. Sci Transl Med. 2017;9(386):eaal5209. doi:10.1126/scitranslmed.aal5209

18. Hiraide T., Shimizu K., Miyamoto S., et al. Genome sequencing and RNA sequencing of urinary cells reveal an intronic FBN1 variant causing aberrant splicing. J Hum Genet. 2022;67(7):387-392. doi:10.1038/s10038-022-01016-1

19. Drost M., Dekker J., Ferraro F., et al. Routine RNA-based analysis of potential splicing variants facilitates genomic diagnostics and reveals limitations of in silico prediction tools. HGG Adv. 2026;7(1):100521. doi:10.1016/j.xhgg.2025.100521

20. Carter M.S., Doskow J., Morris P., et al. A regulatory mechanism that detects premature nonsense codons in T-cell receptor transcripts in vivo is reversed by protein synthesis inhibitors in vitro. J Biol Chem. 1995;270(48):28995-29003. doi:10.1074/jbc.270.48.28995

21. Slaugenhaupt S.A., Blumenfeld A., Gill S.P., et al. Tissue-specific expression of a splicing mutation in the IKBKAP gene causes familial dysautonomia. Am J Hum Genet. 2001;68(3):598-605. doi:10.1086/318810

22. Cuajungco M.P., Leyne M., Mull J., et al. Tissue-specific reduction in splicing efficiency of IKBKAP due to the major mutation associated with familial dysautonomia. Am J Hum Genet. 2003;72(3):749-758. doi:10.1086/368263

23. Ohe K., Yoshida M., Nakano-Kobayashi A., et al. RBM24 promotes U1 snRNP recognition of the mutated 5’ splice site in the IKBKAP gene of familial dysautonomia. RNA. 2017;23(9):1393-1403. doi:10.1261/rna.059428.116

24. Donadon I., Pinotti M., Rajkowska K., et al. Exon-specific U1 snRNAs improve ELP1 exon 20 definition and rescue ELP1 protein expression in a familial dysautonomia mouse model. Hum Mol Genet. 2018;27(14):2466-2476. doi:10.1093/hmg/ddy151

25. Huang Y., Zhang L. An In Vitro Single-Primer Site-Directed Mutagenesis Method for Use in Biotechnology. Methods Mol Biol. 2017;1498:375-383. doi:10.1007/978-1-4939-6472-7_26

26. Cooper T.A. Use of minigene systems to dissect alternative splicing elements. Methods. 2005;37(4):331-340. doi:10.1016/j.ymeth.2005.07.015

27. Buisine M.P., Bellanne-Chantelot C., Calmels N., et al. RNA-based diagnostic studies in genetics: Review and guidance from a multidisciplinary French network. Eur J Hum Genet. 2025;33(10):1219-1227. doi:10.1038/s41431-025-01881-2

28. Steffensen A.Y., Dandanell M., Jønson L., et al. Functional characterization of BRCA1 gene variants by mini-gene splicing assay. Eur J Hum Genet. 2014;22(12):1362-1368. doi:10.1038/ejhg.2014.40

29. van der Klift H.M., Jansen A.M., van der Steenstraten N., et al. Splicing analysis for exonic and intronic mismatch repair gene variants associated with Lynch syndrome confirms high concordance between minigene assays and patient RNA analyses. Mol Genet Genomic Med. 2015;3(4):327-345. doi:10.1002/mgg3.145

30. Baralle M., Skoko N., Knezevich A., et al. NF1 mRNA biogenesis: effect of the genomic milieu in splicing regulation of the NF1 exon 37 region. FEBS Lett. 2006;580(18):4449-4456. doi:10.1016/j.febslet.2006.07.018

31. Acedo A., Sanz D.J., Durán M., et al. Comprehensive splicing functional analysis of DNA variants of the BRCA2 gene by hybrid minigenes. Breast Cancer Res. 2012;14(3):R87. Published 2012 May 25. doi:10.1186/bcr3202

32. Takahashi K., Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 2006;126(4):663-676. doi:10.1016/j.cell.2006.07.024

33. Jager J., Ribeiro M., Furtado M., et al. Patient-derived induced pluripotent stem cells to study non-canonical splicing variants associated with Hypertrophic Cardiomyopathy. Stem Cell Res. 2024;81:103582. doi:10.1016/j.scr.2024.103582

34. Tucker B.A., Cranston C.M., Anfinson K.A., et al. Using patient-specific induced pluripotent stem cells to interrogate the pathogenicity of a novel retinal pigment epithelium-specific 65 kDa cryptic splice site mutation and confirm eligibility for enrollment into a clinical gene augmentation trial. Transl Res. 2015;166(6):740-749.e1. doi:10.1016/j.trsl.2015.08.007

35. Nicolas-Martinez E.C., Robinson O., Pflueger C., et al. RNA variant assessment using transactivation and transdifferentiation. Am J Hum Genet. 2024;111(8):1673-1699. doi:10.1016/j.ajhg.2024.06.018

36. Mertens J., Marchetto M.C., Bardy C., Gage F.H. Evaluating cell reprogramming, differentiation and conversion technologies in neuroscience. Nat Rev Neurosci. 2016;17(7):424-437. doi:10.1038/nrn.2016.46

37. Li S., Zhao S., Sinson J.C., et al. The clinical utility and diagnostic implementation of human subject cell transdifferentiation followed by RNA sequencing. Am J Hum Genet. 2024;111(5):841-862. doi:10.1016/j.ajhg.2024.03.007

38. Mojica F.J., Díez-Villaseñor C., García-Martínez J., Soria E. Intervening sequences of regularly spaced prokaryotic repeats derive from foreign genetic elements. J Mol Evol. 2005;60(2):174-182. doi:10.1007/s00239-004-0046-3

39. Ishino Y., Shinagawa H., Makino K., et al. Nucleotide sequence of the iap gene, responsible for alkaline phosphatase isozyme conversion in Escherichia coli, and identification of the gene product. J Bacteriol. 1987;169(12):5429-5433. doi:10.1128/jb.169.12.5429-5433.1987

40. Gasiunas G., Barrangou R., Horvath P., Siksnys V. Cas9-crRNA ribonucleoprotein complex mediates specific DNA cleavage for adaptive immunity in bacteria. Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109(39):E2579-E2586. doi:10.1073/pnas.1208507109

41. Doudna J.A., Charpentier E. Genome editing. The new frontier of genome engineering with CRISPR-Cas9. Science. 2014;346(6213):1258096. doi:10.1126/science.1258096

42. Jinek M., Chylinski K., Fonfara I., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 2012;337(6096):816-821. doi:10.1126/science.1225829

43. Koonin E.V., Makarova K.S., Zhang F. Diversity, classification and evolution of CRISPR-Cas systems. Curr Opin Microbiol. 2017;37:67-78. doi:10.1016/j.mib.2017.05.008

44. Nishimasu H., Ran F..A, Hsu P.D., et al. Crystal structure of Cas9 in complex with guide RNA and target DNA. Cell. 2014;156(5):935-949. doi:10.1016/j.cell.2014.02.001

45. Urban W., Kropacz M., Łach M., Jankowska A. CRISPR-Cas9 in the Tailoring of Genetically Engineered Animals. Curr Issues Mol Biol. 2025;47(5):330. doi:10.3390/cimb47050330

46. Asmamaw M., Zawdie B. Mechanism and Applications of CRISPR/ Cas-9-Mediated Genome Editing. Biologics. 2021;15:353-361. doi:10.2147/BTT.S326422

47. López-Márquez A., Martínez-Pizarro A., Pérez B., et al. Modeling Splicing Variants Amenable to Antisense Therapy by Use of CRISPR-Cas9-Based Gene Editing in HepG2 Cells. Methods Mol Biol. 2022;2434:167-184. doi:10.1007/978-1-0716-2010-6_10

48. Qi L.S., Larson M.H., Gilbert L.A., et al. Repurposing CRISPR as an RNA-guided platform for sequence-specific control of gene expression. Cell. 2013;152(5):1173-1183. doi:10.1016/j.cell.2013.02.022

49. Bikard D., Jiang W., Samai P., et al. Programmable repression and activation of bacterial gene expression using an engineered CRISPR-Cas system. Nucleic Acids Res. 2013;41(15):7429-7437. doi:10.1093/nar/gkt520

50. Perez-Pinera P., Kocak D.D., Vockley C.M., et al. RNA-guided gene activation by CRISPR-Cas9-based transcription factors. Nat Methods. 2013;10(10):973-976. doi:10.1038/nmeth.2600

51. Hirai H., Tani T., Kikyo N. Structure and functions of powerful transactivators: VP16, MyoD and FoxA. Int J Dev Biol. 2010;54(11-12):1589-1596. doi:10.1387/ijdb.103194hh

52. Chavez A., Scheiman J., Vora S., et al. Highly efficient Cas9-mediated transcriptional programming. Nat Methods. 2015;12(4):326-328. doi:10.1038/nmeth.3312

53. Liu S., Striebel J., Pasquini G., et al. Neuronal Cell-type Engineering by Transcriptional Activation. Front Genome Ed. 2021;3:715697. doi:10.3389/fgeed.2021.715697

54. Moon S.Y., Zhang D., Chen S.C., et al. Rapid Variant Pathogenicity Analysis by CRISPR Activation of CRB1 Gene Expression in Patient-Derived Fibroblasts. CRISPR J. 2024;7(2):100-110. doi:10.1089/crispr.2023.0065

55. Weber V.J., Reschigna A., Gerhardt M.J., et al. CRISPR/Cas-mediated activation of genes associated with inherited retinal dystrophies in human cells for diagnostic purposes. JCI Insight. 2025;10(22):e189615. doi:10.1172/jci.insight.189615

56. Schulz H.L., Grassmann F., Kellner U., et al. Mutation Spectrum of the ABCA4 Gene in 335 Stargardt Disease Patients From a Multicenter German Cohort-Impact of Selected Deep Intronic Variants and Common SNPs. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2017;58(1):394-403. doi:10.1167/iovs.16-19936

57. Misceo D., Terkelsen T., Bøen Keim S.M., et al. CRISPR Activation Reveals the Spliceogenicity of an Intronic NEB Variant in Fetuses With Arthrogryposis Multiplex Congenita 6. Clin Genet. 2026;109(4):772-777. doi:10.1111/cge.70097


Рецензия

Для цитирования:


Лукина Т.Д., Спарбер П.А. Экспериментальные подходы к изучению влияния вариантов нуклеотидной последовательности на прохождение сплайсинга в генах с низкой экспрессией в клинически доступных тканях. Медицинская генетика. 2026;25(6):13-25. https://doi.org/10.25557/2073-7998.2026.06.13-25

For citation:


Lukina T.D., Sparber P.A. Experimental approaches to study the effects of nucleotide sequence variants on splicing in low-expression genes in clinically accessible tissues. Medical Genetics. 2026;25(6):13-25. (In Russ.) https://doi.org/10.25557/2073-7998.2026.06.13-25

Просмотров: 134

JATS XML

ISSN 2073-7998 (Print)